a)

Uma faca ou tesoura e pinças para a colheita das amostras.

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, podendo cada um conter amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que dêem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras.

c)

Um misturador dotado de uma lâmina trituradora afiada. Caso as amostras sejam maiores do que 3 g, deverá utilizar-se um triturador com orifícios de 2 a 4 mm ou tesouras. No caso de carne ou língua congeladas (após remoção da camada superficial, que não pode ser digerida) é necessário um triturador e o tamanho da amostra será aumentado consideravelmente.

d)

Agitadores magnéticos, munidos de placa de aquecimento termostaticamente controlada e de varetas revestidas de teflon com um comprimento de, aproximadamente, 5 cm.

e)

Ampolas de decantação cónicas em vidro com capacidade de, pelo menos 2 litros, de preferência munidas de torneiras de segurança em teflon.

f)

Suportes com anéis e fixações.

g)

Peneiras, dimensão da malha 180 mícrones, diâmetro exterior de 11 cm, com malha em aço inoxidável.

h)

Funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm, destinados a receber as peneiras.

i)

Copos em vidro com uma capacidade de 3 litros.

j)

Provetas em vidro graduadas com uma capacidade de 50 a 100 ml ou tubos de centrifugação.

k)

Um triquinoscópio provido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscópio com uma fonte de luz subplatina de intensidade ajustável.

l)

Quando se utiliza o estereomicroscópio, uma série de placas de Petri de 9 cm de diâmetro com fundo dividido em quadrados de exame de 10 × 10 mm por meio de um instrumento pontiagudo.

m)

Uma bacia para a contagem de larvas (quando se utiliza o triquinoscópio) formada por placas acrílicas com 3 mm de espessura e com as seguintes características:

n)

Folha de alumínio.

o)

Ácido clorídrico a 25 %.

p)

Pepsina em concentração: 1: 10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1: 12 500 BP (British Pharmacopoea), correspondendo a 2 000 FIF (Federação Internacional de Farmácia).

q)

Água da torneira aquecida a uma temperatura entre 46 e 48 oC.

r)

Uma balança com uma precisão de, pelo menos, 0,1 g.

s)

Tabuleiros de metal com uma capacidade de 10 a 15 litros para recolher os restantes fluidos de digestão.

t)

Pipetas de diferentes tamanhos (1, 10 e 25 ml) e suportes de pipetas.

u)

Um termómetro com uma precisão de 0,5 oC na gama de 1 a 100 oC.

v)

Sifão para água da torneira.

a)

No caso de carcaças inteiras de suínos domésticos, colher uma amostra de, pelo menos, 1 grama de um dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. Pode utilizar-se uma pinça especial de triquinas, caso se possa assegurar uma precisão entre 1,00 e 1,15 g.

No caso de porcas reprodutoras e de javalis, colher uma amostra maior de, pelo menos, 2 g de um pilar do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa.

Se não houver pilares do diafragma, colher o dobro da quantidade de amostra, 2 g (ou 4 g no caso de porcas reprodutoras e javalis), da parte do diafragma situada junto às costelas ou ao esterno, dos músculos mastigadores, da língua ou da musculatura abdominal.

b)

Para as peças de carne, colher uma amostra de, pelo menos, 5 g dos músculos estriados, que contenham pouca gordura e, na medida do possível, perto dos ossos ou dos tendões. Colher a mesma quantidade de amostra de carne não destinada a cozedura completa nem a outros tipos de transformação pós-abate.

c)

Para amostras congeladas, colher para análise uma amostra de, pelo menos, 5 g de tecido muscular estriado.

O peso das amostras de carne refere-se a uma amostra de carne sem qualquer gordura nem fáscia. Deve ser prestada atenção especial ao colher amostras de músculo da língua, no sentido de evitar a contaminação com a camada superficial da língua, que é indigestível e pode impedir a leitura do sedimento.

a)

Adicionar 16 ± 0,5 ml de ácido clorídrico para dentro de um copo de 3 litros contendo 2,0 litros de água da torneira, pré-aquecida a 46-48 oC; colocar uma vareta agitadora no copo, colocar o copo na placa pré-aquecida e iniciar o processo de agitação.

b)

Adicionar 10 ± 0,2 g de pepsina.

c)

Triturar no misturador 100 g de amostras colhidas de acordo com as indicações previstas no ponto 2.

d)

Transferir a carne triturada para o copo de 3 litros que contem a água, pepsina e ácido clorídrico.

e)

Mergulhar várias vezes o dispositivo de triturar do misturador no fluido de digestão que se encontra no copo e enxaguar a taça do misturador com uma pequena quantidade do fluido de digestão para remover eventuais pedaços de carne que ainda aí se encontrem.

f)

Cobrir o copo com folha de alumínio.

g)

Regular o agitador magnético de forma a que possa manter durante todo o período de funcionamento uma temperatura constante de 44 a 46 oC. No decurso do processo de agitação, o fluido de digestão deve rodar a uma velocidade suficientemente elevada para formar um profundo turbilhão sem provocar salpicos.

h)

O fluido de digestão é agitado até que as partículas de carne desapareçam (cerca de 30 minutos). O agitador é, então, desligado e o fluido de digestão é filtrado através da peneira para o funil de sedimentação. Podem ser necessários períodos de digestão mais longos (não superiores a 60 minutos) na transformação de determinados tipos de carne (língua, caça, etc.).

i)

Considera-se que o processo de digestão é satisfatório quando não permanecer na peneira mais de 5 % do peso inicial da amostra.

j)

Deixar o líquido na ampola de decantação durante 30 minutos.

k)

Depois de 30 minutos, transferir rapidamente uma amostra de 40 ml do fluido de digestão para a proveta graduada ou para o tubo de centrifugação.

l)

Os fluidos de digestão e outros resíduos líquidos são mantidos num tabuleiro até à conclusão da leitura dos resultados.

m)

Deixar os 40 ml de fluido de digestão no funil durante 10 minutos. Retirar cuidadosamente por aspiração 30 ml de sobrenadante para remover as camadas superiores e deixar um volume não superior a 10 ml.

n)

A amostra de 10 ml do sedimento remanescente é vertida para uma bacia para a contagem de larvas ou para uma placa de Petri.

o)

Enxaguar a proveta graduada ou o tubo de centrifugação com uma quantidade não superior a 10 ml de água da torneira, que terá de ser acrescentada à amostra na bacia de contagem de larvas ou na placa de Petri. Em seguida, a amostra é examinada no triquinoscópio ou no estereomicroscópio, com uma ampliação de 15 a 20 vezes. É permitida a visualização com recurso a outras técnicas, desde que o exame de amostras positivas de controlo tenha revelado um resultado igual ou melhor que os métodos tradicionais de visualização. Em todos os casos de áreas suspeitas ou formas semelhantes a parasitas, devem ser utilizadas ampliações de 60 a 100 vezes.

p)

Os fluidos de digestão devem ser examinados mal estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

Se os fluidos de digestão não forem examinados num prazo de 30 minutos a seguir à sua preparação, devem ser clarificados do seguinte modo: verter a amostra final de cerca de 40 ml para uma proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. Retirar 30 ml do fluido sobrenadante, deixando um volume de 10 ml. Este volume é completado até 40 ml com água da torneira. Depois de um novo período de repouso de 10 minutos, colher 30 ml do sobrenadante, por aspiração, para que não sobrem mais de 10 ml, que serão analisados numa placa de Petri ou numa bacia para a contagem de larvas. Lavar a proveta graduada com, no máximo, 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra na placa de Petri ou na bacia para a contagem de larvas para se proceder ao exame.

Se o exame mostrar que o sedimento não é límpido, dever-se-á verter a amostra para uma proveta graduada e o seu volume deverá ser completado com água da torneira até se obter um volume de 40 ml. Seguidamente aplica-se o método já citado. O procedimento pode ser repetido duas a quatro vezes, até o fluido se encontrar suficientemente límpido para se proceder a uma leitura fiável.

a)

uma faca ou tesoura para cortar as amostras,

b)

tabuleiros divididos em 50 quadrados, contendo cada um amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que dêem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras,

c)

triturador ou misturador eléctrico,

d)

um Stomacher Lab-blender 3 500, modelo Thermo,

e)

sacos de plástico adaptados ao Stomacher Lab-blender,

f)

ampolas de decantação cónicas com capacidade para 2 l, de preferência munidas de torneiras de segurança em teflon,

g)

suportes com anéis e fixações,

h)

peneiras, dimensão da malha 180 mícrones, diâmetro exterior de 11 cm, com malha em aço inoxidável ou latão,

i)

funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm, destinados a receber as peneiras,

j)

provetas graduadas de 100 ml em vidro,

k)

um termómetro com uma precisão de 0,5 oC na gama de 1 a 100 oC,

l)

um vibrador, por exemplo uma máquina de barbear eléctrica sem cabeça,

m)

um interruptor que acenda e apague de minuto a minuto,

n)

um triquinoscópio provido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscópio com uma fonte de luz subplatina de intensidade ajustável,

o)

uma bacia para a contagem das larvas e uma série de placa de Petri de 9 cm de diâmetro, como descrito no n.o 1, alíneas l) e m), do capítulo I,

p)

ácido clorídrico a 17,5 %,

q)

pepsina em concentração: 1: 10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1: 12 500 BP (British Pharmacopoea), correspondendo a 2 000 FIF (Federação Internacional de Farmácia),

r)

vários recipientes de 10 litros a utilizar para a descontaminação dos aparelhos e utensílios com, por exemplo, formol e para o restante fluido de digestão, sempre que as amostras apresentem um resultado positivo,

s)

uma balança com uma precisão de 0,1 g.

a)

Grupos completos de amostras (100 amostras de cada vez)

b)

Grupos de menos de 100 amostras:

—

Juntar gelo ao fluido de digestão (300 a 400 gramas de gelo em palhetas ou de gelo picado) para se obter um volume de cerca de 2 litros. Agitar o líquido de digestão até o gelo derreter. No caso de grupos mais pequenos (ver alínea b) do ponto II), a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade;

—

Transferir o líquido de digestão arrefecido para uma ampola de decantação de 2 litros munida de um vibrador fixado por uma pinça suplementar;

—

Para a sedimentação, deixar o fluido na ampola de decantação durante 30 minutos, alternando um minuto de vibração e um minuto de repouso;

—

Depois de 30 minutos, introduzir rapidamente 60 ml de sedimento numa proveta graduada de 100 ml (depois da utilização, enxaguar o funil com uma solução detergente);

—

Deixar repousar a amostra de 60 ml durante, pelo menos, 10 minutos, aspirar o sobrenadante até ficar na proveta um volume de 15 ml, que será examinado para a detecção da presença de larvas;

—

Para a aspiração, pode-se utilizar uma seringa descartável, munida de um tubo de plástico. O comprimento deste deverá ser tal que fiquem 15 ml de líquido na proveta graduada quando a parte superior da seringa se encontrar ao nível do bordo do cilindro;

—

Introduzir os restantes 15 ml na bacia para a contagem das larvas ou em duas placas de Petri e examiná-los ao triquinoscópio ou ao estereomicroscópio;

—

Lavar a proveta graduada com 5 a 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra;

—

Os fluidos de digestão devem ser examinados mal estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

—

Verter a amostra final de 60 ml para uma proveta graduada e deixar repousar durante 10 minutos; retirar 45 ml do sobrenadante por aspiração e juntar aos 15 ml restantes água da torneira até obter um volume total de 45 ml;

—

Depois de um novo período de repouso de 10 minutos, retirar 30 ml do fluido sobrenadante por aspiração, verter os 15 ml remanescentes numa placa de Petri ou numa bacia para a contagem de larvas, para se proceder ao exame;

—

Lavar a proveta graduada com 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra na placa de Petri ou na bacia para a contagem de larvas para se proceder ao exame.

a)

Um funil Gelman de um litro com suporte para filtro (diâmetro: 45 mm);

b)

Discos filtrantes que consistem numa rede circular em aço inoxidável, dimensão da malha de 35 mícrones (diâmetro do disco: 45 mm), dois anéis de borracha com 1 mm de espessura (diâmetro externo: 45 mm, diâmetro interno: 38 mm), a rede circular deve ser colocada entre os dois anéis de borracha e fixada por meio de uma cola de dois componentes adequada aos dois materiais;

c)

Um Erlenmeyer de 3 litros munido de um tubo lateral para aspiração;

d)

Uma bomba de água;

e)

Sacos de plástico com pelo menos 80 ml de capacidade;

f)

Equipamento para fechar sacos de plástico;

g)

Renilase em concentração 1: 150 000 unidades Soxlet por g.

a)

Grupos completos de amostras (100 amostras de cada vez)

Ver capítulo IIA 3 II a);

b)

Grupos de menos de 100 amostras:

Ver capítulo IIA 3 II b).

a)

Juntar gelo ao fluido de digestão (300 a 400 gramas de gelo em palhetas ou de gelo picado) para se obter um volume de cerca de 2 litros. No caso de grupos mais pequenos, a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade;

b)

Agitar o fluido de digestão até o gelo derreter. Deixar repousar o líquido de digestão, arrefecido durante 3 minutos pelo menos, para que as larvas se possam enrolar;

c)

Montar o funil Gelman, munido de um suporte para filtro, no qual se encontre um disco filtrante, num Erlenmeyer ligado a uma bomba de água;

d)

Introduzir o líquido de digestão no funil Gelman e filtrar. Quase no final da filtração, a passagem do fluido de digestão através do filtro pode ser auxiliada procedendo-se a uma aspiração por meio da bomba de água. Terminar a aspiração antes que o filtro seque, quer dizer, quando ficarem no funil 2 a 5 ml de fluido;

e)

Depois da filtração de todo o fluido de digestão, retirar o disco filtrante e colocá-lo num saco de plástico com uma capacidade de 80 ml, acrescentando 15 a 20 ml de solução de renilase. Para se obter a solução de renilase, introduz-se 2 g de renilase em 100 ml de água da torneira;

f)

Fechar o saco de plástico com soldagem dupla e colocá-lo no Stomacher entre o saco interior e o exterior;

g)

Triturar no Stomacher durante 3 minutos, por exemplo, quer se trate de um grupo completo ou incompleto de amostras;

h)

Passados 3 minutos, tirar do Stomacher o saco de plástico que contém o disco filtrante e a solução de renilase e abri-lo por meio de tesouras. Verter o líquido para uma bacia para a contagem de larvas ou uma placa de Petri. Lavar o saco com 5 a 10 ml de água, que são em seguida introduzidos na bacia para a contagem de larvas, para exame por triquinoscopia, ou numa placa de Petri, para exame no estereomicroscópio.

i)

Os fluidos de digestão devem ser examinados logo que estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte;

a)

Uma faca ou tesoura para cortar as amostras;

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, contendo cada um amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que dêem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras;

c)

Misturador Trichomatic 35®, com dispositivo de filtração;

d)

Ácido clorídrico a 8,5% ± 0,5% em peso;

e)

Filtros de membrana de policarbonato transparente com um diâmetro de 50 mm, com poros de 14 mícrones;

f)

Pepsina em concentração 1: 10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1: 12 500 BP (British Pharmacopoeia), e a 2 000 FIF (Federação Internacional de Farmácia);

g)

Uma balança com uma precisão de 0,1 g;

h)

Pinças com uma extremidade plana;

i)

Algumas lâminas de microscópio com um comprimento lateral de, pelo menos, 5 cm ou algumas placas de Petri com um diâmetro de, pelo menos, 6 cm, divididas no lado inferior em áreas quadradas de 10 x 10 mm, usando um instrumento pontiagudo;

j)

Um (estereo)microscópio com luz transmitida (ampliação de 15 a 60 vezes) ou um triquinoscópio com uma mesa horizontal;

k)

Um caixote para recolha de resíduos líquidos;

l)

Vários recipientes de 10 litros a utilizar para a descontaminação dos aparelhos e utensílios com, por exemplo, formol e para o restante fluido de digestão, sempre que as amostras apresentem um resultado positivo;

m)

Um termómetro com uma precisão de 0,5 oC na gama de 1 a 100 oC.

a)

Colocar o misturador com dispositivo de filtração, ligar o tubo de descarga e colocar o tubo no caixote para recolha de resíduos;

b)

Quando o misturador estiver ligado, iniciar-se-á o aquecimento;

c)

Antes do início da operação, a válvula do fundo, localizada por baixo da câmara de reacção, deverá ser aberta e fechada;

d)

Juntar, em seguida, um número de amostras não superior a 35, aproximadamente de 1 grama cada uma (a uma temperatura de 25 a 30 oC), colhidas de cada uma das amostras individuais, de acordo com o processo referido no ponto 2. Certificar-se de que são retiradas as partes maiores dos tendões, visto poderem entupir o filtro de membrana;

e)

Verter água até à extremidade de uma câmara de líquidos ligada ao misturador (aproximadamente 400 ml);

f)

Verter cerca de 30 ml de ácido clorídrico (8,5 %) até à extremidade da câmara de líquidos mais pequena, ligada ao misturador;

g)

Colocar um filtro de membrana sob o filtro grosseiro no suporte do filtro do dispositivo de filtração;

h)

Por fim, adicionar 7 g de pepsina. Esta ordem deve ser seguida rigorosamente para evitar a decomposição da pepsina;

i)

Fechar as tampas das câmaras de reacção e de líquido;

j)

Seleccionar o período de digestão. Deve ser definido um curto período de digestão (5 minutos) para suínos em idade normal de abate e um período de digestão mais longo (8 minutos) para outras amostras;

k)

Quando for accionado o botão do misturador, o processo de dosagem e digestão começa automaticamente, seguido pela filtração. Dez a 13 minutos depois, o processo está concluído e pára automaticamente;

l)

Abrir a tampa da câmara de reacção depois de se verificar que a câmara está vazia. Se houver espuma ou restos do fluido de digestão na câmara, repetir o processo em conformidade com o ponto V.

a)

Retirar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina ou uma placa de Petri;

b)

Examinar o filtro de membrana utilizando um (estéreo)microscópio ou triquinoscópio.

a)

Sempre que o resultado seja positivo, encher a câmara de reacção do misturador até 2/3 com água a ferver. Verter água da torneira para dentro da câmara de líquidos de ligação até estar coberto o sensor de nível inferior. Realiza-se, então, a limpeza automática. Descontaminar o suporte do filtro, bem com o equipamento restante, por exemplo através de um tratamento com formol;

b)

No fim de cada dia de trabalho, encher a câmara de líquidos do misturador com água e proceder a um programa normalizado.

a)

Fechar a válvula do fundo por baixo da câmara de reacção;

b)

Retirar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina ou uma placa de Petri;

c)

Colocar um novo filtro de membrana no suporte do filtro e montar o suporte do filtro;

d)

Verter água para dentro da câmara de líquidos do misturador até estar coberto o sensor de nível inferior;

e)

Efectuar o ciclo de limpeza automática;

f)

Depois de concluído o ciclo de limpeza, abrir a tampa da câmara de reacção e verificar se há restos de líquido;

g)

Se a câmara estiver vazia, remover o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana, com uma pinça, para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

h)

Examinar os dois filtros de membrana, tal como especificado em C 3 II. Se os filtros não puderem ser examinados, repetir todo o processo de digestão com um período de digestão mais longo, em conformidade com C 3 I.

a)

Triquinoscópio com lâmpada de incandescência permitindo uma ampliação de 30 a 40 vezes e de 80 a 100 vezes ou um estereomicroscópio com uma fonte de luz subplatina de intensidade ajustável;

b)

Compressor, constituído por duas pequenas placas de vidro (uma das quais está dividida em zonas iguais);

c)

Pequenas tesouras curvas;

d)

Pequena pinça;

e)

Faca para corte das amostras;

f)

Pequenos recipientes numerados destinados a recolher as amostras separadas;

g)

Conta-gotas;

h)

Copo contendo ácido acético e um copo contendo uma solução de potassa cáustica para aclarar no caso de calcificação eventual ou para amolecer a carne seca.

a)

No suínos domésticos, tais amostras são colhidas dos dois pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa;

b)

Nos javalis selvagens as amostras são colhidas dos dois pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa e, para além dos músculos mastigadores, os músculos da parte inferior da perna, os músculos intercostais e os músculos da língua, formando um total de seis amostras de cada animal;

c)

Caso não seja possível colher amostras de determinados músculos, colhe-se um total de quatro amostras dos músculos disponíveis;

d)

Para os pedaços de carne, de cada pedaço, colher quatro amostras do tamanho de uma noz de tecido muscular estriado não contendo, se possível, gordura, e retiradas em pontos diferentes, na medida do possível próximo dos ossos ou dos tendões.

a)

De modo geral, enche-se um compressor com 1,0 ± 0,1 g de carne, correspondendo normalmente a 28 fragmentos do tamanho de um grão de aveia. Se necessário, encher dois compressores para examinar 56 fragmentos do tamanho de um grão de aveia;

b)

De cada uma das amostras retiradas de carcaças inteiras atrás descritas, o controlador das triquinas deve cortar, no caso de estarem presentes os dois pilares do diafragma nos suínos domésticos, 28 fragmentos com o tamanho de um grão de aveia, ou seja, 56 fragmentos na totalidade;

c)

No caso de só estar presente um dos pilares do diafragma, cortam-se 56 fragmentos em vários locais e se possível na zona intermediária entre músculo e tendão;

d)

As amostras colhidas dos restantes quatro músculos de javali são cortadas cada uma em sete fragmentos do tamanho de um grão de aveia, formando um total de 28 fragmentos adicionais;

e)

Em seguida, o controlador das triquinas deve comprimir os 56 (ou 84) fragmentos entre as lâminas de vidro do compressor de modo a que os caracteres de imprensa normais possam ser lidos facilmente através das preparações;

f)

Se a carne dos pedaços a examinar estiver seca e envelhecida, as preparações devem ser mergulhadas durante 10 a 20 minutos numa solução de hidróxido de potássio diluída com dois volumes de água para as amolecer antes de serem comprimidas;

g)

De cada uma das amostras retiradas dos pedaços de carne, o controlador das triquinas deve cortar 14 fragmentos do tamanho de um grão de aveia, ou seja, 56 fragmentos na totalidade;

h)

O exame microscópico deve ser feito de modo a que cada preparação seja examinada lenta e cuidadosamente com uma ampliação de 30 a 40 vezes;

i)

Se, no decurso do exame triquinoscópico, se descobrirem locais suspeitos estes devem ser examinados com a ampliação mais potente do triquinoscópio (80 a 100 vezes);

j)

Sempre que o resultado seja duvidoso, repete-se o exame noutras amostras e preparações até se obter a informação necessária. O exame triquinoscópico deve durar, pelo menos, seis minutos;

k)

O tempo mínimo fixado para o exame não inclui o tempo necessário para colher as amostras e para a confecção das preparações;

l)

Em geral, o operador do triquinoscópio não deve examinar mais de 840 fragmentos por dia, o que corresponde ao exame de 15 suínos domésticos ou 10 javalis selvagens.

a)

As carnes recebidas já congeladas devem ser mantidas nesse estado;

b)

A instalação técnica e a alimentação em energia da câmara frigorífica devem ser tais que a temperatura exigida possa ser atingida muito rapidamente e mantida em todas as partes da câmara e da carne;

c)

Todas as embalagens isoladoras devem ser retiradas antes da congelação, excepto no que se refere à carne que, por ocasião da introdução na câmara frigorífica, tenha já atingido, em todas as suas partes, a temperatura exigida ou carne embalada de forma a que a embalagem não a impeça de alcançar a temperatura exigida no tempo especificado;

d)

As remessas devem ser conservadas separadamente na câmara frigorífica e fechadas à chave;

e)

Para cada remessa, o dia e a hora da introdução na câmara frigorífica devem ser registados;

f)

A temperatura na câmara frigorífica deve ser de, pelo menos, –25 oC. Deve ser medida por aparelhos de medição termoeléctrica calibrados e constantemente registada. Não deve ser medida directamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados relevantes do registo da inspecção de carnes aquando da importação, assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação;

g)

As carnes cujo diâmetro ou espessura é igual ou inferior a 25 cm devem ser congeladas, sem interrupção, durante 240 horas, pelo menos, aquelas cujo diâmetro ou espessura está compreendido entre 25 cm e 50 cm durante 480 horas pelo menos. As carnes cujo diâmetro ou espessura é superior a estas dimensões não devem ser submetidas a este processo de congelação. A duração da congelação calcula-se a partir do momento em que a temperatura indicada na alínea f) é atingida na câmara de congelação;

a)

As carnes cujo diâmetro ou espessura é igual ou inferior a 15 cm devem ser congeladas nas seguintes condições combinadas de tempo e temperatura:

b)

As carnes cujo diâmetro ou espessura estejam compreendidos entre 15 cm e 50 cm devem ser congeladas nas seguintes condições combinadas de tempo e temperatura:

A temperatura na câmara frigorífica não deve exceder o nível da temperatura de inactivação seleccionada. Deve ser medida por aparelhos de medição termoeléctrica calibrados e constantemente registada. Não deve ser medida directamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados relevantes do registo da inspecção de carnes aquando da importação assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação.

Sempre que se utilizem túneis de congelação e os processos referidos supra não sejam respeitados rigorosamente, o operador da empresa do sector alimentar deve poder provar à autoridade competente que o método alternativo é eficaz na destruição das triquinas parasitas na carne de suíno.

a)

Devem ser observadas as disposições gerais constantes das alíneas a) a e) do método 1 e respeitadas as seguintes combinações de tempo e de temperatura:

b)

A temperatura deve ser medida por aparelhos de medição termoeléctrica calibrados e constantemente registada. A sonda do termómetro deve ser colocada no centro de uma peça de carne de dimensão não inferior à da peça de carne mais espessa a congelar. Esta peça de carne deve ser colocada no sítio menos favorável da câmara frigorífica, que não esteja próximo do dispositivo de refrigeração, nem directamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados do registo da inspecção de carnes aquando da importação assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação.

a)

Colher amostras de, pelo menos, 10 g do músculo da língua ou dos músculos mastigadores dos equídeos e do antebraço, da língua ou do diafragma dos javalis selvagens;

b)

Na ausência destes músculos dos equídeos, deve ser colhida uma amostra maior de um pilar do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. O músculo deve estar isento de tecido conjuntivo e de gordura;

c)

Pelo menos 5 g de amostra devem ser digeridos de acordo com o método de detecção de referência constante do capítulo I do anexo I ou com um método equivalente mencionado no capítulo II. Para cada digestão, o peso total de músculo examinado não deve exceder 100 g, no caso do método descrito no capítulo I e dos métodos A e B referidos no capítulo II, e 35 g, no caso do método C do capítulo II;

d)

Em caso de resultado positivo, deve conservar-se uma amostra adicional de 50 gramas para um exame independente posterior;

e)

Sem prejuízo das normas de protecção de espécies animais e com excepção dos javalis selvagens, toda a carne de animais de caça, tais como ursos, mamíferos carnívoros (incluindo mamíferos marinhos) e répteis deve ser testada mediante a colheita de 10 g de tecido muscular dos locais de predilecção ou de quantidades maiores, caso estes locais não se encontrem disponíveis. Os locais de predilecção são:

f)

O período de digestão deve ser suficiente para assegurar uma digestão adequada do tecido destes animais mas não deve exceder 60 minutos.

A.

Os operadores de empresas do sector alimentar devem, no sentido de obter o reconhecimento oficial de explorações como indemnes de triquinas, cumprir os seguintes requisitos:

B.

Os operadores de empresas do sector alimentar de explorações reconhecidas como indemnes de triquinas devem informar a autoridade competente sempre que qualquer uma das condições mencionados no ponto A deixe de ser cumprida ou sempre que se verifique qualquer outra alteração que possa afectar o estatuto da exploração de indemne de triquinas.

A.

As autoridades competentes dos Estados‐Membros onde tenham sido detectadas triquinas em suínos domésticos nos últimos 10 anos podem reconhecer uma exploração como indemne de triquinas desde que:

B.

As autoridades competentes dos Estados‐Membros onde não tenham sido detectadas triquinas em suínos domésticos nos últimos 10 anos podem reconhecer uma exploração como indemne de triquinas desde:

que tenha sido cumprido o requisito constante da alínea d) da parte A supra.

C.

A autoridade competente pode decidir reconhecer uma categoria de explorações como indemnes de triquinas, sempre que sejam cumpridos todos os requisitos seguintes:

D.

Para além dos requisitos estabelecidos no anexo IV da Directiva 2003/99/CE, o relatório inicial e os relatórios anuais subsequentes a enviar à Comissão devem conter a seguinte informação: